贫血是红细胞和（或）血红蛋白减少的疾病。临床主要表现面色苍白、全身乏力等。根据病因，贫血分为缺铁性贫血、溶血性贫血、巨幼红细胞性贫血、再生障碍性贫血、肾性贫血以及免疫性血小板减少性紫癜、体内血栓形成等类型。
（一）大鼠缺铁性贫血动物模型
（1）实验动物4周龄雄性大鼠。
（2）实验材料低铁饲料（以60％全脂奶粉加上40％蔗糖为低铁基础饲料，配以混合微量元素及维生素等配方），动物秤，血细胞计数仪等。
（3）造模原理动物生长期体重增长迅速，对铁的需求相对较高，此时给动物低铁饲料，辅以定期少量放血，可造成大鼠缺铁性贫血。
（4）造模方法选用刚断乳的四周龄雄性大鼠，喂以低铁饲料，大鼠饮用去离子水，并定期断尾放血，每48～72h放血一次，每次放血1～2ml，连续数周（一般4周后血红蛋白明显降低），贫血症状可出现，如肤色苍白，眼珠暗红，毛发不荣，食欲不振、活动减少等。一般以血红蛋白（Hb）为标准，血红蛋白降低30％即作为模型成功。
（5）注意制造缺铁性贫血模型，低铁饲料和动物选择是关键。奶粉含铁量很低，常用作基本饲料，此外还应提供动物足够的蛋白和热量，保证动物体重生长迅速，才易造成动物缺铁性贫血。
（6）药效学实验方法取造模成功的大鼠，按实验设计随机分组（阴性对照组、阳性对照组、高、中、低剂量组），每组至少10只，分别给予不同的受试物，给药期间动物饲以正常饲料，一般给药1～3周，末次给药后，取血检查血红蛋（Hb）、红细胞（RBC）、红细胞比容（HCT）等指标，与对照组进行比较。
（二）失血性贫血动物模型及效学实验
（1）实验动物大鼠或小鼠。
（2）实验材料动物秤、血细胞计数仪等。
（3）造模原理通过向体外大量放血，造成失血性贫血，可造成大鼠缺铁性贫血。
（4）造模方法可选用大鼠或小鼠为实验动物，采用以下方法放血。①小鼠眼眶放血，取健康小鼠，体重20g左右，眼眶取血0．5ml；②小鼠断尾取血，用温水（45～50℃）或手轻柔小鼠尾，使充分充血后，剪断尾尖约2mm，轻轻从尾根部向尾尖部挤压，使出血量达0．5ml；③大鼠断尾取血，用温水（45～50℃）或手轻柔小鼠尾，使充分充血后，剪断尾尖约2mm，轻轻从尾根部向尾尖部挤压，使出血量达3ml左右。当检测RBC和Hb与放血前有显著差异时，可作为模型成功。
（5）注意动物断尾放血时应使尾部充分充血，否则难以达到要求量；眼眶放血结束，应迅速用消毒棉球压迫眼球止血。
（6）药效学实验方法取造模成功的动物，按实验设计随机分组（阴性对照组，阳性对照组，高、中、低剂量组），每组至少10只，分别给予不同的受试物，给药期间动物自由饮食，一般给药1～2周，末次给药后，取血检查血红蛋白、红细胞等指标，与对照组进行比较。
二、溶血性贫血动物模型及药效学实验
（1）实验动物大鼠、小鼠或家兔。
（2）实验材料动物秤、血细胞分析仪、乙酰苯肼（APH）等。
（3）造模原理乙酰苯肼（APH）为一强氧化剂，以一定量给实验动物注射，能较专一地对红细胞起到缓慢而行进性地氧化损伤作用，尤其是干扰了红细胞内的葡萄糖－6－磷酸脱氢酶（G－6－PD），促进血红蛋白变性而形成Heinz小体，使红细胞崩解，造成溶血性贫血。
（4）造模方法以2％乙酰苯肼给动物皮下或肌内注射2～3次，注射剂量，小鼠、大鼠约0．2～0．3g／kg；家兔约0．1／kg。给药后动物全身情况迅速恶化，出现精神不振、进食减少、体重减轻等现象，给药后第三天，动物红细胞数降至给药前正常动物的50％以下，可作为模型成功。
（5）注意乙酰苯肼（APH）使用剂量应通过于实验进行确定，不同种属、不同来源的动物用量不同。
（6）药效学实验方法取造模成功的动物，按实验设计随机分组（阴性对照组，阳性对照组，高、中、低剂量组），每组至少5～10只，分别给予不同的受试物，给药期间动物自由饮食，一般给药1～3周，末次给药后，取血检查血红蛋白、红细胞等指标，与对照组进行比较。
三、再生障碍性贫血动物模型及药效学实验
（1）实验动物大鼠、小鼠或家兔。
（2）实验材料动物秤、显微镜、生化分析仪、血细胞分析仪、化学毒物马利兰、环磷酰胺等或放射性物质X射线、60Co射线等。
（3）造模原理化学毒物马利兰、环磷酰胺等或放射性物质X射线、60Co射线等均能损伤骨髓，破坏骨髓造血细胞的增殖，造成的贫血与临床再生障碍性贫血相似，可作为再生障碍性贫血的动物模型。
（4）造模方法多以小鼠作为实验动物，也可用大鼠或兔。对于化学毒物多以注射途径给药。可用外周血细胞数与对照组比较，以确定造模是否成功。
（5）注意化学毒物或射线等使用剂量应通过预实验进行确定，不同种属、不同来源的动物用量不同。
（6）药教学实验方法取造模成功的动物，按实验设计随机分组（阴性对照组，阳性对照组，高、中、低剂量组），每组至少5～10只，分别给予不同的受试物，给药期间动物自由饮食，一般给药1～3周，末次给药后第二天，取血检查造血干细胞、造血祖细胞、粒细胞及血小板等指标，与对照组进行比较。
四、肾性贫血动物模型及药效学实验
（1）实验动物大鼠。
（2）实验材料动物秤、显微镜、生化分析仪、血细胞分析仪、无菌手术器械、病麻醉剂等。
（3）造模原理利用肾衰可致贫血的原理，以大部肾切除动物模型的贫血现象作为肾性贫血模型。
（4）造模方法常用大鼠，造模前尾部取血检测尿素氮（BUN）和血红蛋白。然后每鼠以2．5％戊巴比妥钠50mg／kg腹腔注射进行麻醉，皮肤消毒后沿腹中线切开，打开腹腔，先切除整个右肾称重，再切除左肾上下两极，两段用明胶海绵止血并称取切除的左肾重量然后计算出该大鼠肾切除率。大鼠5／6肾切除致肾衰。2个月之后可出现明显贫血症状。
肾切除率（％）＝［（右肾重量＋切除的左肾重量）／（右肾重量×2）］×100％
术后60～80天，于大鼠尾部采血检测，与术前比较有显著差异，BuN和Hb明显下降，肾功能受损，动物模型成功。
（5）药效学实验方法将造模成功的大鼠随机分组（对照组，药物高、中、低剂量组），每组至少10只，连续给药60天左右，给药期间自由饮食。给药60天后取血检测BUN和Hh，将动物处死，取肾组织，进行病理切片检查并进行骨髓涂片观察，观察药物组与对照组病变的差异。
（6）结果判断通过给药组与对照组BUN和Hb等指标、对肾组织病理改变的影响以及骨髓涂片中红系造血祖细胞（CFU－E）与单粒系造血祖细胞（CFU－GM）的比较，来评价药物对治疗肾性贫血的疗效。